Cryptosporidien

http://www.cryptosporidien.de/ ein Service der Tierarztpraxis Biron in Düsseldorf - Stand: 26.03.2009   

Diese Webseite soll der Information und Aufklärung dienen. Sie ist an Halter von Reptilien, insbesondere Leopardgeckos und Kornnattern, sowie deren Tierärzte gerichtet. Eine direkte Verlinkung von www.cryptosporidien.de ist erwünscht, eine Verwendung von Inhalten dieser Seite (Texte sowie Bilder), auch auszugsweise oder in abgeänderter Form ist nicht erlaubt. Diese Seite wird regelmäßig aktualisiert, ein Speichern ist demnach nicht sinnvoll.

Warum diese Seite?

Cryptosporidien sorgen für große Verluste bei Echsen- und Schlangenliebhabern. Gerade
wegen der Problematik bei der Bekämpfung dieser Parasitose und der für manchen
Züchter wirtschaftlichen Bedrohung kursieren viele Fehlinformationen hierüber. Mit
dieser Seite möchte ich einige Fakten veröffentlichen, die die Unsicherheit beseitigen
und insgesamt dazu beitragen sollen, der Erkrankung in Zukunft besser Herr werden zu
können. Durch Aufklärung können der Umgang mit der Infektion, sowie seine
Diagnostik verbessert werden, keineswegs soll dies jedoch eine Anleitung zur Diagnostik
oder Therapie durch den Laien sein, daher werden zwar die zur Behandlung eingesetzten
Medikamente vorgestellt, auf Dosierungsangaben wird aber bewusst verzichtet. Zur
Diagnostik und Behandlung sollte im Interesse der Tiere in jedem Fall ein auf Reptilien
spezialisierter Tierarzt hinzugezogen werden.

Was sind Cryptosporidien?   

Cryptosporidien sind einzellige Parasiten der Gattung Cryptosporidium (Protozoa: Apicomplexa: Conoidasida: Eucoccidiorida: Cryptosporidiidae). Anders als bei Coccidien sind keine Sporozysten, in denen sich die Sporozoiten normalerweise befinden,
auffindbar. Tyzzer prägte 1910 (J Med.Res 23: 487-509) den Namen Cryptosporidium

(cryptein (gr.) = verbergen / sporos (gr.) = Streu, Samen).
Es sind viele verschiedene Arten beschrieben, die viele Tierarten befallen können.
Manche Arten scheinen recht wirtsspezifisch zu sein, befallen also nur einzelne Tierarten

oder den Menschen, Eine Wirtsspezifität ist oft unklar. Die bekannteste Art ist Cryptosporidium parvum, neuerdings unterteilt in C. parvum und C. hominis. Die Infektion findet meist über kontaminiertes Trinkwasser statt und kann bei immungeschwächten Menschen (z.B. AIDS-Patienten) eine Kryptosporidiose mit nicht zu stillenden und somit zum Tode führenden Durchfällen verursachen. Bei gesunden Menschen ist die Erkrankungsgefahr gering, bzw. der Erreger kann nach kurzer Zeit ohne Behandlung eliminiert werden. Die beiden für Reptilien relevantesten Arten sind C. serpentis und C. saurophilum (C. varanii). Nach derzeitigem Kenntnisstand sind sie für Menschen nicht pathogen (krankmachend). C. parvum oder C. muris, die auch oft im Kot von Reptilien gefunden werden, sind wiederum für diese nicht pathogen, sondern sind als Parasiten der Futtertiere Darmpassanten. Bereits 1925 wurden Kryptosporidien bei Reptilien beschrieben (Triffitt), es handelt sich also keineswegs um eine neue Erkrankung, die starke Verbreitung ist jedoch erst in den letzten Jahren auffällig geworden.

Die Einzeller sind sowohl medikamentell als auch durch das Immunsystem nur schwer zu bekämpfen. Sie befinden sich innerhalb der Zellmembran, sind also weder extrazellulär, wie früher angenommen, noch wirklich intrazellulär. Die gebildeteten Oozyten (sozusagen die "Eier") sporulieren direkt und sind somit sofort infektiös. Zudem sind Kryptosporidien in der Lage, zwei unterschiedliche Typen von Oozyten zu bilden: dünnwandige, deren Sporozoiten direkt im Wirt weitere Zellenbefallen können und dickwandige, die mit dem Kot ausgeschieden werden und so andere Wirte infizieren können. Während C. saurophilum bevorzugt Echsen befällt, werden bei Schlangen öfter Infektionen mit C. serpentis nachgewiesen. Doch können beide Erreger sowohl Echsen als auch Schlangen sowie Schildkröten befallen. In jüngerer Zeit wurden weitere, bisher nicht klassifizierte Cryptosporidienarten bei Reptilien entdeckt. Insbesondere unter Leopardgeckos ist der Einzeller stark verbreitet. Hier fällt auf, daß meistens besondere Farbzuchten bzw. Bestände, in die solche Tiere eingebracht worden sind, betroffen sind. Der Schluss liegt nahe, daß die Hauptverbreitungsquelle kommerzielle Großzüchter sind, deren eventuell immunsupprimierte Zuchtformen mit dem Erreger infiziert sind und den Einzeller über die ganze Welt verbreiten. Stabilere Tiere scheiden die Einzeller aus, ohne zu erkranken, daher lässt sich der Infektionsweg schlecht nachvollziehen. Erst Stress (Transporte, Vergesellschaftung etc.) oder ein hoher Infektionsdruck (viele Tiere, mangelnde Hygiene) können dann zu einer starken Erregervermehrung führen.

Keinesfalls ist es aber so, wie von manchen Züchtern gerne behauptet, daß alle Tiere Cryptosporidien hätten, aber nur manche daran erkranken. Gesunde Tiere sind frei von Cryptosporidien.

                                   Wie kommt mein Tier an Kryptosporidien?
Ein Tier infiziert sich durch die orale Aufnahme von Kryptosporidien durch das Belecken der Umgebung (Sand, Steine, Kot anderer Tiere) oder der Aufnahme von infiziertem Futter (beispielsweise Futtertiere, die an Kot von infizierten Tieren gefressen haben) oder Trinkwasser. Durch ihre geringe Größe wäre auch eine erogene Übertragung der Oozyten, also dem Transport durch die Raumluft, denkbar. Die Übertragung vom Muttertier auf das Jungtier ist nicht möglich, jedoch wäre eine Übertragung von der bei der Eiablage infizierten Eischale auf den schlüpfenden Nachwuchs nicht unwahrscheinlich. In den meisten Fällen wird ein Bestand dadurch infiziert, daß ein neues Tier ohne vorherige ausreichende Quarantäne und Untersuchung hinzugesetzt wird. Auch die Urlaubsunterbringung in einem Zoofachgeschäft mit mangelhaftem Hygienemanagement kann zur Infektion führen. Die Ausbreitung im Bestand findet dann selbst bei guter Hygiene meist über den Pfleger und seine Instrumente statt, der genaue Übertragungsweg kann im Einzelfall kaum nachvollzogen werden.
                Wie äußert sich das klinische Bild einer Kryptosporidiose bei Reptilien?

Kryptosporidien vermehren sich direkt unter der Oberfläche von Endothelzellen des Magen- Darm-Traktes, also der oberen Schleimhautschicht. Infektiöse Oozyten, die vier Sporozoiten enthalten, werden ausgeschieden und können vom gleichen Wirt oder einem anderen Tier aufgenommen werden. Auch besteht die Möglichkeit der endogenen Autoinfektion: anstatt ausgeschieden zu werden, infizieren die Sporozoiten den Wirt selbst. Bei Echsen verursacht C. saurophilum die intestinale Form der Kryptosporidiose, also die Schädigung findet im Darm statt.

Dort wird die Schleimhaut zerstört und es kommt neben Entzündungen und Flüssigkeitsverlust zu Verdauungsschwierigkeiten und Resorptionsstörungen. Selbst wenn die Tiere oft ihren Appetit behalten, magern sie trotz Nahrungsaufnahme ab, oft wird die Nahrung unverdaut ausgeschieden. Die beschriebenen Symptome sind zwar typisch für eine Kryptosporidiose, andere mögliche Ursachen, wie Verstopfungen oder Infektionen mit anderen Parasiten (z.B.Flagellaten) oder Bakterien sollten in einer klinischen und koprologischen (Kot-) Untersuchung ausgeschlossen werden.

Wie kann eine Infektion beim Tier diagnostiziert werden?

Unter anderem wegen ihrer geringen Größe von nur 4-6 μm werden diese Einzeller bei einer einfachen Kotuntersuchung (nativ oder Flotationsverfahren) meist nicht entdeckt. Bei der gastrischen Form der Schlangen empfiehlt es sich zusätzlich zum Kot Material aus einer Magenspülprobe (am besten 1-3 Tage nach der Fütterung vom Tierarzt durchzuführen) zu verwenden. Für die Diagnostik bei Schildkröten und Echsen genügt meist die Untersuchung frischen Kotes.

Direkter Nachweis durch Färbungen

Das Untersuchungsmaterial (Kot, Magenspülprobenmaterial, Erbrochenes) kann nun nach eventueller Vorbereitung (Flotation zur Oozyten-konzentration) angefärbt werden (z.B. Karbolfuchsin-Immersionsöl-Methode oder nach Ziehl-Neelsen), so daß eine Möglichkeit des direkten mikroskopischen Erregernachweises besteht. Diese Untersuchung ist zur sicheren Diagnostik unabdingbar und sollte stets mit einer indirekten Nachweismethode kombiniert werden.

Indirekter Nachweis durch immunologische Verfahren

Aufgrund der Vielzahl der durch Cryptosporidien präsentierten Oberflächenantigene bieten sich verschiedene Möglichkeiten an, die sich in ihrer Zuverlässigkeit auch zwischen den verschiedenen Spezies unterscheiden. Immunchromatographische Schnelltests aus der Rindermedizin (Crypto-Strip ©) sind für Reptilien-Cryptosporidien nicht empfindlich (Biron 2007), sie können lediglich bei einem positiven Nachweis durch andere Verfahren Hinweise liefern, ob es sich um reptilienpathogene C. handelt oder nicht. Daher muss auf aufwendigere und kostspieligere Verfahren zurückgegriffen werden.

Die bevorzugte Methode ist der Koproantigen-ELISA (Enzyme-linked Immunosorbant Assay). Dieser weist ein cryptosporidiumspezifisches Antigen (CSA) nach, das bei der Vermehrung des Cryptosporidium-organismus im Darmtrakt gebildet wird. Das Antigen ist spezifisch für Cryptosporidium, zeigt keine Kreuzreaktivität mit anderen Darmparasiten und ist im Kot stabil, so daß der Test eine Cryptosporidieninfektion, auch unabhängig vom Vorhandensein von Oozyten, sicher nachweisen kann. Die Empfindlichkeit ist sehr hoch (20ng/ml CSA). Experimentell wurde auch ein Serologie-ELISA entwickelt (für die Untersuchung von Blutproben), der sich aber nicht als zuverlässiges und praktikables Diagnostikum bewiesen und somit nicht durchgesetzt hat. Eine andere Methode ist der IFT (Immunfluoreszenztest). Dabei werden Oozyten mit Farbstoffen markiert. Der Vorteil ist, daß man diese unter dem Mikroskop, wie auch bei anderen Färbungen, sehen kann. Leider hat sich diese Nachweismethode als nicht sehr empfindlich gezeigt. Beide Nachweismethoden haben dem Nachteil, daß sie auch auf Nicht-Reptiliencryptosporidien reagieren, also beim Vorliegen einer Infektion der Futtertiere (z.B. Mäuse) ein falsch-positives Ergebnis liefern können. Hier sind mehrere Untersuchungen nach Futterwechsel notwendig oder aber die Anwendung eines speziesdifferenzierenden Verfahrens (PCR).

Indirekter Nachweis durch PCR

Durch die PCR (Polymerase Chain Reaction) kann eine DNA-Analyse durchgeführt werden. So lassen sich eindeutig Cryptosporidien nachweisen und sogar die genaue Spezies erkannt werden. Allerdings können diese Verfahren noch nicht als zuverlässiges diagnostisches Mittel eingestuft werden, da in der Diagnostik eine hohe Wahrscheinlichkeit falsch-positiver oder falsch-negativer Ergebnisse besteht. In Deutschland wird sie daher zurzeit nur zu Forschungszwecken eingesetzt.

Weitere direkte Nachweisverfahren

Bleibt der Nachweis trotz starker Symptomatik aus, kann theoretisch, wie auch beim toten Tier, eine Organprobe entnommen werden, deren histologische Untersuchung dann Gewissheit schaffen kann. Aufgrund der Größe der Tiere und der Beschaffenheit der betreffenden Organe ist dies jedoch am lebenden Tier meist nicht praktikabel. Der direkte Nachweis mit dem Elektronenmikroskop kann wegen des hohen technischen und finanziellen Aufwandes meist nicht durchgeführt werden. Der Erfolg sämtlicher Nachweisverfahren ist natürlich abhängig von der Menge und Qualität des vorliegenden Probenmaterials sowie dessen Gehalt an Oozyten oder Antigen. Insbesondere bei subklinischen, also ohne offensichtliche Symptomatik einhergehenden Infektionen, sind mehrere Probenuntersuchungen zur sicheren Diagnosestellung notwendig.

Wie ist mit infizierten Tieren zu verfahren und gibt es eine Therapie für infizierte oder erkrankte Tiere?

Leider gibt es bis heute keine komplett zufriedenstellende Therapie der Kryptosporidiose. Die allerwichtigste Maßnahme ist die strikte räumliche Trennung der Tiere. Um den Keimdruck so niedrig wie möglich zu halten, sind die Tiere einzeln zu quarantänisieren. Sie sind in einem täglich zu reinigendem Terrarium unterzubringen. Als Bodengrund sollten täglich zu wechselnde Zeitung oder Zellstofftücher dienen. Wasserschalen und Einrichtung (Papphäuschen) sind täglich auszutauschen. Dabei ist zu beachten, daß sich Stress negativ auf das Immunsystem auswirkt, welcher wiederum die Erregervermehrung begünstigt. Medikamentell empfiehlt sich die Gabe von Immunmodulatoren (Zylexis ®) und bei geschwächten Tieren Proteinlösungen (Bioserin ®) sowie Infusionen (z.B. Amynin ©). Eventuell mit der Infektion einhergehende bakterielle oder parasitäre Sekundärinfektionen sollten (nur nach entsprechender positiver Diagnose!) spezifisch

behandelt werden. Die Bekämpfung der Erreger selbst zeigt bisher kein zufrieden stellendes Ergebnis. Teilerfolge konnten bei der Behandlung der gastrischen Form zuerst mit hyperimmunem bovinem Kolostrum, also der Biestmilch infizierter Kühe, erzielt werden (Graczyk et. al. 2000). Diese ist jedoch nicht auf dem Markt erhältlich. Neuere Präparate, die Cryptosporidienantikörper enthalten, wurden bislang erfolglos getestet (Biron 2007), ebenso wie Thymol- und Kreosot haltige Mittel. Andere antiprotozoäre Medikamente wie Metronidazol (und andere Nitroimidazole), Makrolid-Antibiotika wie Azithromycin, Aminoglykosidantibiotika, wie Spiramycin, Sulfonamide oder das gegen viele Coccidien wirksame Toltrazuril zeigen keine ausreichende Wirkung. Das für Rinder zugelassene Halofuginon (Halocur ®) führt bei Reptilien zu starken organischen Schäden, so daß es nicht eingesetzt werden kann. Zurzeit laufen Versuche mit dem humanmedizinischen Nitazoxanid (Alinia ®), von dem man sich gute Ergebnisse verspricht, sowie mit Rifamixin, das in der Humanmedizin Wirkung zeigt. Diese Medikamente werden derzeit getestet, deren Wirkung nach Publizierung auch an dieser Stelle veröffentlicht werden wird.

Wirkliche Erfolge konnten jedoch bisher lediglich mit dem zur Behandlung von Leishmaniose beim Menschen eingesetzte Aminoglykosid-Antibiotikum Paromomycin (Humatin ®) erzielt werden. Es kann bei Reptilien zu einer Verminderung der Erregerausscheidung führen, ohne dem Patienten zu schaden, da es nicht resorbiert wird. Tatsächlich führt die Behandlung in vielen Fällen zu negativen Untersuchungsergebnissen und die Symptome können oft sogar vollständig behoben werden, jedoch kommt es nach einiger Zeit wieder zur Ausscheidung von Oozyten und einem Wiederaufflammen der Symptomatik. Die Tiere werden also nicht wirklich Kryptosporidienfrei, sondern müssen langfristig in Behandlung bleiben und als Infektionsgefahr angesehen werden.

Nur wenn keine Möglichkeit besteht, die infizierten Tiere ohne Infektionsgefahr für andere Tiere unterzubringen, oder zeigen die Tiere bereits klinische Symptome, die sich durch die Behandlung nicht verdrängen lassen, ist die Euthanasie leider die Therapie der Wahl, denn die Erkrankung geht mit einem starken Verlust der Lebensqualität der Tiere einher. Sollten die Tiere symptomfrei sein, ist ein Therapieversuch unter Vermeidung jeglicher Gefahr der Erregerausbreitung anzustreben.

Unter keinen Umständen dürfen (potentiell) infizierte Tiere auf Börsen oder in den Handel kommen oder sonst wie veräußert werden!

An dieser Stelle sei nochmals darauf hingewiesen, daß Therapieversuche oder Euthanasien auf keinen Fall ohne tierärztliche Aufsicht durchgeführt werden sollten und andernfalls einen Verstoß gegen das Tierschutzgesetz und das Arzneimittelgesetz darstellen!

Welche Desinfektionsmittel eignen sich?

Kryptosporidien zeichnen sich leider durch eine extrem hohe Tenazität, also einer Widerstandsfähigkeit gegenüber äußerlichen Einflüssen, aus. Sie sind resistent gegen Frost bis -20°C oder Temperaturen bis 65°C. Bei 15-20°C und ausreichender Feuchtigkeit bleiben sie drei Monate infektiös, bei 5°C sogar ein Jahr. Übliche Desinfektionsmittel können die Oozystenhülle nicht schädigen. Daher ist auf spezielle Desinfektionsmittel (wie Ammoniak oder p-Chlor-m-Kresol (z.B. parafectans ® oder Neopredisan ®) zurückzugreifen, die jedoch gesundheitsschädlich sind und nur nach Anweisung (Tierarzt) angewandt werden sollten. Zwar ist eine Desinfektion durch Hitze (z.B. das Terrarium in eine Sauna stellen) möglich, sicherer ist es jedoch Einrichtungsgegenstände komplett auszutauschen. Eine Erhitzung auf 100° C über 1 Stunde jedoch sorgt für eine sichere Unschädlichmachung der Cryptosporidien.

Weitere Informationen finden Sie auf www.reptilienlabor.de

Wie kann die Ausbreitung der Seuche gestoppt werden?

Die Einhaltung von Grundregeln (Quarantäne, regelmäßige Kotuntersuchungen einschließlich spezieller Untersuchungen auf Kryptosporidien, gute Hygiene) ist die Voraussetzung für eine Einschleppungsvermeidung. Auch wenn der Veräußerer von Tieren einen vertrauenswürdigen Eindruck macht, sollten neu erworbene Tiere stets untersucht werden. Der Großteil der infizierten Tiere stammt aus dem Tierhandel, weniger aus privater Zucht. Infizierte Tiere, oder welche, die Kontakt (auch indirekten) mit solchen hatten, sollten auf keinen Fall veräußert werden

Wo können Proben entnommen und untersucht werden?

Der auf Reptilien spezialisierte Tierarzt kann Kotproben und Magenspülproben gewinnen. Frischer Kot kann zur Untersuchung auch eingeschickt, besser direkt übergeben werden. Zur Konservierung ist auch die Verwendung entsprechender Medien (z.B. ParasiTrap ©) möglich. Sollten nicht alle Möglichkeiten der Untersuchung in der Praxis zu Verfügung stehen, können sie an ein spezielles veterinärmedizinisches Labor weitergeleitet werden (s.u.). Wenn Sie Kot einsenden, sollte es sich um eine ausreichende Menge handeln, möglichst frisch und gut verpackt sein (z.B. zugeklebte Filmdose in Polsterversandtasche), um die Untersuchungstauglichkeit zu erhalten und Unannehmlichkeiten für den Postboten oder Empfänger zu vermeiden. Vertrocknete Krümel von einem Stein abgekratzt oder etwas kotverfärbter Sand sind nicht für eine sichere Untersuchung geeignet. Dazu gehören Angaben zu klinischem Bild, Artbezeichnung des Patienten und Datum des Kotabsatzes und nicht zuletzt Ihr Name, Adresse und Telefonnummer, sonst können die Proben nicht bearbeitet werden.

Leider ist die Verwendung von Sammelkotproben (mehrerer Tiere) nicht sinnvoll, da die Oozyten- und Antigenkonzentration so vermindert werden könnte, was zu falsch-negativen Ergebnissen führen kann. Auch ist die Menge Kot, die für die verschiedenen Nachweismethoden verwendet werden kann, begrenzt.

Verschiedene Institute bieten Untersuchungen für Tierärzte, nicht jedoch für Tierhalter an. An folgende Adressen können sowohl Tierärzte als auch Tierhalter ihre Proben direkt für den ELISA und die Karbolfuchsinfärbung einsenden: www.reptilienlabor.de.

Empfohlene Literatur für Tierärzte:

Praktische Parasitologie bei Heimtieren, Beck & Pantchev 2006

Parasitologie bei Schlangen, Echsen und Schildkröten, Schneller & Pantchev 2007

Lehrbuch der Parasitologie für die Tiermedizin, Eckert, J, Friedhoff, K.T., Zahner, H. pp. 91-95.

Veterinärmedizinische Parasitologie, Rommel, Eckert, Kutzer, Boch, Supperer

A Veterinary Guide to the Parasites of Reptiles: Protozoa: 001, Barnard & Upton 1994

Empfohlene Internetseiten für Tierärzte:

Eine einfache Nachweismethode für Kryptosporidien im Kot. Zbl. Vet. Med.B 29, 324-327, Heine, J. 1982Steve Upton (Kansas State Univ.): Basic Biology of Cryptosporidium

Centers of Disease Control: Cryptosporidiosis

anapsid.org: Cryptosporidium - Health Threat to Humans and Reptiles

Auswahl einiger relevanter Veröffentlichungen (in Bearbeitung - Ergänzung und Sortierung folgt):

Pantchev, N., Rüschoff, B., Kramhuber-Pohl, A., Biron, K., 2008. Kryptosporidiose-Therapie bei Leopardgeckos (Eublepharis macularius) mit Azithromycin (Zithromax ®) und Paromomycinsulfat (Humatin ®) - Fallbeispiele und Literaturübersicht. Kleintierpraxis 53, 2 (2008), 95-104. Cranfield, M.R., Graczyk, T., Wright, K., Frye, F.L., Raphael, B., Garner, M., 1999. Cryptosporidiosis. Bulletin of the Association of Reptilian and Amphibian Veterinarians 9, 15-24. Xiao, L., Graczyk, T.K., Limor, J., Li, L., Kombert, M., Jung, E.R., Sulaiman, I.M., Zhou, L., Arrowood, M.J., Koudela, B., Modrý, D., Lal, A.A. (2004): Genetic diversity of Cryptosporidium spp. in captive Reptiles. Appl. Environ. Microbiol. 70:891-899 Cranfield, M.R., Graczyk, T.K. (1994): Experimental infection of elaphid snaked with Cryptosporidium serpentis. Copm. Parasitol. 80:823-826. Graczyk, T.K., Cranfield, M.R., Hill, S.L. (1996): Therapeutic efficacy of halofuginone and spiramycin treatment against Cryptosporidium serpentis infections in captive snakes. Parasitol. Res. 82:143-148. Pantchev, N. et.al. (2006): Kryptosporidiose bei Echsen. AG ARK Zusammenfassungen 26 Biron, K. (2007): Cryptosporidiose bei Reptilien - Möglichkeiten der Diagnose und Therapie. AG ARK Zusammenfassungen 28 Eckert, E. (2001): Studien zur Vitalitätsabschätzung von Cryptosporidium parvum. Heine, J. (1982): Eine einfache Nachweismethode für Kryptosporidien im Kot. Zbl. Vet. Med.B 29, pp. 324-327 Egyed, Z., Sréter, T., Széll, Z., Varga, I. (2003): Characterization of Cryptosporidium spp. recent developments and future needs. Vet. Parasitol. 111:101-114 Gläser, C., Grimm, F., Mathis, A., Weber, R., Nadal, D., Deplazes, P. (2004): Detection and molecular characterization of Cryptosporidium species isolated from diarrheic children in Switzerland. J. Ped. Infect. 23:359-361 Joachim, A., Krull, T., Schwarzkopf, J., Daugschies, A. (2003): Prevalence and control of bovine cryptosporidiosis in German dairy herds. Vet. Parasitol., 112:227-288 Morgan, U., Weber, R., Xiao, L., Sulaiman, I., Thompson, R.C.A., Ndiritu, W., Lal, A., Moore, A., Deplazes, P. (2000): Molecular characterization of Cryptosporidium of Cryptosporidium isolates obtained from human deficiency virus-infected individuals living in Switzerland, Kenia and the United States. J. Clin. Microbiol. 38:1180-1183 Sears, C.L., Kirkpatrick, B.D. (2001): Cryptosporidiosis and Isosporiasis. In: Gillespie, S., Pearson, R.D. (eds.) Principles and Practice of Clinical Parasitology. pp. 139-164. ISBN 0-471-97729-2. Ward, P.I., Deplazes, P., Regli, W., Rinder, H., Mathis, A. (2002): Detection of eight Cryptosporidium genotypes in surface and waste waters in Europe. Parasitology 124: 359-368 Vastert D., Brinkman M., Mulder B.: Diagnosis of Cryptosporidium parvum with microscopy, striptest, ELISA and real time PCR. Krull T, Hannover 2000: Studien zur Bedeutung der Kälbercryptosporidiose und deren medikamenteller Bekämpfung mit Halofuginon. Byron L. Blagburn, Kathryn L. Drain, Tracey M. Land, P. Hutton Moore, Rachel G. Kinard, David S. Lindsay, Arvind Kumar, Junxing Shi, David W. Boykin, Richard R. Tidwell: Dicationic Furans Inhibit Development of Cryptosporidium parvum in HSD/ICR Suckling Swiss Mice, The Journal of Parasitology, Vol. 84, No. 4 (Aug., 1998), pp. 851-856 Xiao L, Ryan UM, Graczyk TK, Limor J, Li L, Kombert M, Junge R, Sulaiman IM, Zhou L, Arrowood MJ, Koudela B, Modrý D, Lal AA. (2004): Genetic diversity of Cryptosporidium spp. in captive reptiles. Appl Environ Microbiol. 2004 Feb; 70(2):891-9 Terrell SP, Uhl EW, Funk RS. Proliferative enteritis in leopard geckos (Eublepharis macularius) associated with Cryptosporidium sp. infection. J Zoo Wildl Med. 2003 Mar;34(1):69-75 Uhl EW, Jacobson E, Bartick TE, Micinilio J, Schmidt R. Aural-pharyngeal polyps associated with Cryptosporidium infection in three iguanas (Iguana iguana). Vet Pathol 2001 Mar; 38(2):239-42 Graczyk TK, Cranfield MR, Bostwick EF: Successful hyper immune bovine colostrum treatment of Savanna monitors (Varanus exanthematicus) infected with Cryptosporidium sp. J Parasitol 2000 Jun; 86(3):631-2 Graczyk TK, Cranfield MR.: Cryptosporidium serpentis oocysts and microsporidian spores in feces of captive snakes. J Parasitol 2000 Apr; 86(2):413-4 Taylor MA, Geach MR, Cooley WA.: Clinical and pathological observations on natural infections of cryptosporidiosis and flagellate protozoa in leopard geckos (Eublepharis macularius). Vet Rec 1999 Dec 11; 145(24):695-9 Graczyk TK, Cranfield MR, Mann J, Strandberg JD. Intestinal Cryptosporidium sp. infection in the Egyptian tortoise, Testudo kleinmanni. Int J Parasitol 1998 Dec; 28(12):1885-8 J. Perz and S. Le Blancq (2001). Cryptosporidium parvum infection involving novel genotypes in wildlife from lower New York State. Applied and Environmental Microbiology, 67: 1154-1162 Cryptosporidium sp. in a free ranging house gecko (Hemidactylus turcicus) in Israel, Parassitologia 2001 Sep;43(3):91-3 Occurrence of Cryptosporidium sp. oocysts in fecal and water samples in Austria, Acta Trop 2001 Oct 22;80(2):145-9 Six new species of coccidia (Apicomplexa: Eimeriidae) from East African chameleons (Sauria: Chamaeleonidae),J Parasitol 2000 Apr;86(2):373-9 Hyperimmune bovine colostrum treatment of moribund Leopard geckos (Eublepharis macularius) infected with Cryptosporidium sp.,Vet Res. 1999 Jul-Aug;30(4):377-82 Novel Cryptosporidium genotypes in cryptic cryptosporidiosis cases: First report of human infection with a cervine genotype, EID 8(3), Mar 2002 Pantchev N., Möller C. (2007) Erfolgreiche Kryptosporidiose-Behandlung eines Europäischen Igels (Erinaceus europaeus) mit Paromomycinsulfat. Kleintiermedizin 52 (6):368-373. Gastric lavage from a Madagascar tree boa [cryptosporidiosis]. Vet Clin Pathol. 2000; 29:93-96. Reisner BS, Spring J.: Evaluation of a combined acid-fast/trichrome stain for detection of Microsporidia and Cryptosporidia. Abstr Gen Meet Am Soc Microbiol. 1998 May 17-21; 98: 183 (abstract no. C-315).

Für tierärztliche oder herpetologische Veranstaltungen stehe ich Ihnen mit den Vorträgen "Cryptosporidien - die Leopardgeckoseuche" und "Cryptosporidien - diagnostische und therapeutische Möglichkeiten" gerne zur Verfügung. Ich bedanke mich bei meinen Kollegen Dr. Udo Hetzel und Dr. Nikola Pantchev für regen Informationsaustausch. Anmerkungen und Kommentare empfange ich gerne unter tierarzt@biron.de  Kornelis Biron, Tierarzt Stand: 26.03.2009

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